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Abstract Il digiuno intermittente IFun intervento dietetico che prevede la restrizione energetica periodica, è stato considerato per fornire numerosi benefici e contrastare le anomalie metaboliche. Finora sono stati documentati diversi tipi di modelli IF con durate variabili di periodi di digiuno e di alimentazione.

Tuttavia, interpretare i risultati è impegnativo, poiché molti di questi modelli comportano contributi multifattoriali da strategie di restrizione del tempo e calorie.

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Presentato qui è un protocollo di questo intervento isocalorico SE nei topi. È inoltre descritto un protocollo di alimentazione a coppie PF necessario per esaminare un modello murino con comportamenti alimentari alterati, come l'iperfagia.

Utilizzando il regime IF, è dimostrato che isocalorico IF porta a ridotto aumento di peso corporeo, migliore omeostasi del glucosio, e il dispendio energetico elevato.

Introduction Log in or Start trial to access full content. Il digiuno è stato praticato nel corso della storia umana, e i suoi diversi benefici per la salute includono durata prolungata, ridotto danno ossidativo, e ottimizzata energia omeostasi2,3.

Tra i vari modi per praticare il digiuno, la privazione periodica di energia, definita digiuno intermittente IFè un metodo dietetico popolare che è ampiamente praticato dalla popolazione generale a causa del suo regime facile e semplice.

I regimi IF variano in termini di durata e frequenza del digiuno.

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Tuttavia, come mostrato negli studi precedenti6,7, e ulteriormente confermata meccanicamente nella nostra analisi di assunzione di energia8, IF risultati in underfeeding.

Questo rende poco chiaro se i benefici per la salute conferiti da SE sono mediati da restrizione calorica o modifica dei modelli alimentari. Questi topi vengono quindi confrontati con un gruppo ad libitum AL. Questo regime consente l'esame degli effetti dell'IF isocalorico in assenza di riduzione calorica nei topi selvatici.

Al contrario, in un modello murino che mostra un comportamento di alimentazione alterato, l'alimentazione AL potrebbe non essere una condizione di controllo adeguata per confrontare ed esaminare gli effetti di IF. Nel complesso, viene fornito un protocollo completo per eseguire isocalorico IF, compreso l'uso di un controllo di alimentazione di coppia. Subscription Required.

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Please recommend Top ottawa di perdita di peso to your librarian. Protocol Log in or Start trial to access full content. Va notato che tutte le procedure qui descritte dovrebbero essere eseguite sotto l'approvazione istituzionale e governativa, nonché da personale tecnicamente abile.

Misurare il peso corporeo della linea di base e la composizione corporea di ogni topo a 7 settimane di età utilizzando una scala e EchoMRI, rispettivamente. Mettere da due a tre topi per gabbia e garantire l'accesso gratuito all'acqua potabile. Si raccomanda di mantenere lo stesso numero di topi per gabbia in tutti i gruppi durante lo studio.

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Fornire 1 settimana di acclimatamento al nuovo ambiente gabbia e dieta prima di iniziare il regime IF. Periodo di digiuno: spostare i topi in una gabbia pulita con biancheria da letto fresca alle Non aggiungere cibo per il gruppo IF, fornendo al gruppo AL una quantità ponderata di cibo. Dopo 24 h, misurare i pesi dei topi in entrambi i gruppi e negli avanzi di cibo nelle gabbie AL.

Periodo di alimentazione: fornire una quantità ponderata di cibo alle per entrambi i gruppi AL e IF. Dopo 48 h di fornire il cibo, misurare il peso del cibo e dei topi rimasti.

Trial has ended.

Ripetere i passaggi top ottawa di perdita di peso 1,6 a 1,10 per la durata dello studio ad es. Per il gruppo di controllo PF, scaglionare la pianificazione dell'esperimento in modo che la stessa quantità di cibo utilizzata dal gruppo IF venga offerta al gruppo PF Figura 2.

Misurare la quantità di cibo consumato dal gruppo IF per 2 giorni di periodo di rialimentazione. Dividere questa quantità di cibo consumato nel gruppo IF in tre proporzioni e fornirlo quotidianamente al gruppo PF alle PM.

Nel caso di topi con iperfagia, se i topi alimentati in coppia sono dotati di una quantità di cibo inferiore al loro consumo volontario in una sola volta, probabilmente consumeranno tutto il cibo fornito e saranno effettivamente digiunati. Ripetere i passaggi da 2.

Accendere l'analizzatore della composizione corporea. Eseguire un test di sistema sull'analizzatore della composizione corporea per verificarne l'accuratezza della misurazione.

Se necessario, calibrare il sistema utilizzando campioni di olio di canola e acqua. Misurare il peso corporeo di ogni mouse.

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Posizionare il mouse in un piccolo supporto cilindrico animale. Inserire un delimitatore per vincolare il movimento fisico del mouse durante la misurazione e posizionare il supporto nell'analizzatore di composizione del corpo. Eseguire il programma di scansione. Dopo la misurazione, rimuovere il supporto dall'apparecchiatura e riportare il mouse nella gabbia. Test di tolleranza al glucosio e all'insulina Per il test di tolleranza al glucosio GTTmisurare il peso corporeo e la composizione corporea di ogni mouse prima di sottoporre al digiuno e contrassegnare la coda con un marcatore permanente per un'indicizzazione facile e rapida.

Mettere i topi in nuove gabbie senza cibo alle per il digiuno notturno. Dopo il digiuno h AM nel mattino seguentemisurare il peso corporeo e la composizione corporea di ogni topo e calcolare la quantità di dosaggio del glucosio in base al peso corporeo.

Per ogni mouse, tagliare la punta della coda 0,5—1,0 mm utilizzando forbici chirurgiche pulite. Dopo aver ripulito la prima goccia di sangue, disegna una nuova goccia di sangue dalla coda e misura il livello di glucosio nel sangue del digiuno al basale con il glucometer.

Sottoporre i topi a un'iniezione intraperitale i. Misurare la glicemia dalla coda a 0, 5, 15, 30, 60 e min iniezione post-glucosio.

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Dopo aver terminato la GTT, fornire una quantità sufficiente di cibo. Per il test di tolleranza all'insulina ITTrimuovere il cibo alle Dopo il digiuno per 6 h PMmisurare il glucosio nel sangue di base dalla coda come descritto al passaggio 4. Soggetti all'iniezione di insulina i. Misurare la glicemia dalla coda a 0, 15, 30, 60, 90 e min di iniezione post-insulina. Dopo aver terminato ITT, fornire una quantità sufficiente di cibo. Accendere la potenza del sistema calorimetrico indiretto almeno 2 h prima di eseguire l'esperimento.

Preparare le gabbie con biancheria da letto pulita, riempire le bottiglie d'acqua e aggiungere la quantità pre-pesata di chow alle tramogge di cibo. Controllare le condizioni del Drierite e calce soda. Se un top ottawa di perdita di peso di colore del Drierite appare rosa, che indica che il Drierite ha assorbito una grande quantità di umidità, è necessario sostituire o top con Drierite fresco. Misurare il peso corporeo e la composizione corporea di ogni mouse, che verrà utilizzato per top ottawa di perdita di peso i dati VO2 e VCO2.

Posizionare delicatamente un mouse per gabbia. Assemblare le gabbie metaboliche, posizionarle nella camera ambiente a temperatura controllata e collegarle alle linee di gas e al cavo del sensore di attività.

Dopo aver impostato il profilo dell'esperimento aggiungendo parametri sperimentali appropriati utilizzando il software, eseguire il programma per la misurazione. Lo le vasche idromassaggio possono aiutare a perdere peso della misurazione del primo giorno è quello di fornire un periodo di acclimatazione e misurare il metabolismo energetico di base.

Alle del giorno seguente, sottoporre i topi a 24 h di digiuno rimuovendo cibo e briciole dalla tramoggia e dal fondo della gabbia. Se necessario, sostituire con biancheria da letto pulita.

Dopo 24 h, aggiungere la quantità pre-pesata di chow alla tramoggia per il periodo di rialimentazione. Continuare a misurare per i prossimi 48 h. Controllare regolarmente se il sistema è in esecuzione senza interruzioni hardware o software.